ผลของเมอคิวริกคลอไรด์และโอซิล (OsilR) ต่อการฟอกฆ่าเชื้อผิวส่วนข้อของต้นฮ่อม (Strobilanthes cusia (Nees) Kuntze) เพื่อชักนำให้เกิดต้นพืชปลอดเชื้อในหลอดทดลอง
คำสำคัญ:
ฮ่อม, การฟอกฆ่าเชื้อผิว , การเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อพืช , เมอคิวริกคลอไรด์ , อนุภาคซิลเวอร์ขนาดนาโนเมตรบทคัดย่อ
วัตถุประสงค์และที่มา : ต้นฮ่อม (วงศ์ : Acanthaceae ชื่อวิทยาศาสตร์ : Strobilanthes cusia (Nees) Kuntze) เป็นพืชที่ให้สารสีคราม (indigo) อันเป็นสารสำคัญสำหรับใช้เป็นสีย้อมในอุตสาหกรรมการผลิตผ้าม่อฮ่อม ดังนั้นการมีปริมาณต้นพืชที่มากเพียงพอเพื่อใช้เป็นวัตถุดิบสกัดสีย้อมจึงเป็นสิ่งสำคัญ วิธีการเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อจึงถูกนำมาประยุกต์ใช้เพื่อเพิ่มประสิทธิภาพการเพิ่มปริมาณต้นฮ่อม ทั้งนี้ การขยายพันธุ์ต้นฮ่อมในหลอดทดลองให้ได้จำนวนมากจำเป็นต้องใช้ต้นพืชปลอดเชื้อปริมาณมาก การมีกระบวนการฟอกฆ่าเชื้อผิวชิ้นพืชที่เหมาะสมก็จะส่งผลให้การเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อต้นฮ่อมเป็นไปอย่างรวดเร็วได้ เนื่องจากมีแหล่งเนื้อเยื่อเริ่มต้นจำนวนมากสำหรับใช้ขยายพันธุ์พืช การศึกษาที่ผ่านมาได้มีคณะผู้วิจัยใช้โซเดียมไฮโปคลอไรต์ (sodium hypochlorite : NaOCl) ฟอกฆ่าเชื้อผิวชิ้นพืชของต้นฮ่อม NaOCl มีประสิทธิภาพในการกำจัดเชื้อจุลชีพ หากแต่ส่งผลให้เนื้อเยื่อของชิ้นพืชเสียหายและเกิดการแตกของเซลล์ โดยพบเป็นสาร indigo ไหลออกมา และเมื่อนำชิ้นพืชเหล่านี้ไปเลี้ยงภายใต้สภาวะปลอดเชื้อ พบว่าชิ้นพืชไม่สามารถเจริญเติบโตได้และตายในที่สุด ด้วยเหตุนี้ การศึกษาเกี่ยวกับสารเคมีทางเลือกชนิดอื่น ๆ ต่อการนำมาใช้ฟอกฆ่าเชื้อผิวชิ้นพืชของต้นฮ่อมจึงเป็นสิ่งที่มีความสำคัญ เพราะเป็นการเพิ่มประสิทธิภาพของกระบวนการฟอกฆ่าเชื้อผิวพร้อมทั้งช่วยลดความเสียหายของเนื้อเยื่อและการตายของชิ้นพืช งานวิจัยหลายฉบับเกี่ยวกับการเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อพืชในวงศ์ Acanthaceae พบว่าการใช้เมอร์คิวริกคลอไรด์ (mercury(II) chloride : HgCl2) ส่งผลให้ได้อัตราการปลอดเชื้อและอัตราการรอดชีวิตของชิ้นพืชปลอดเชื้อที่สูง นอกจากนี้ งานวิจัยในปัจจุบันยังได้นำอนุภาคซิลเวอร์ขนาดนาโนเมตร (silver nanoparticles : AgNPs) มาประยุกต์ใช้ในกระบวนการฟอกฆ่าเชื้อผิว โดยพบว่า AgNPs สามารถยับยั้งเชื้อจุลชีพได้อย่างมีประสิทธิภาพ ทั้งยังคงให้อัตราการรอดชีวิตของชิ้นพืชที่สูงอีกด้วย จากข้อมูลข้างต้น งานวิจัยนี้ จึงมีวัตถุประสงค์เพื่อพัฒนาและปรับปรุงกระบวนการฟอกฆ่าเชื้อผิวชิ้นพืชของต้นฮ่อม โดยศึกษาประสิทธิภาพของการฟอกฆ่าเชื้อผิวโดยใช้ HgCl2 และ Osil® (OsilR) ซึ่งเป็นสารเคมีทางการเกษตรที่มีสารออกฤทธิ์สำคัญต่อการกำจัดเชื้อจุลชีพ คือ AgNPs เข้มข้น 0.01% (w/w)
วิธีดำเนินการวิจัย : นำต้นฮ่อมซึ่งปราศจากร่องรอยของโรคพืชและการกัดแทะจากแมลงที่มีความสูงของลำต้น 40 - 50 เซนติเมตร มาตัดแยกเอาส่วนข้อขนาด 3 - 4 เซนติเมตร เพื่อใช้เป็นชิ้นพืชทดลอง นำชิ้นพืชเหล่านี้ไปฟอกฆ่าเชื้อผิวด้วยสารละลาย HgCl2 เข้มข้น 0.1% และ 0.2% (น้ำหนัก/ปริมาตร) หรือสารละลาย OsilR เข้มข้น 10% และ 15% (ปริมาตร/ปริมาตร) นาน 10 และ 15 นาที รวมทั้งสิ้น 8 ชุดการทดลอง แต่ละชุดทดลองมีจำนวน 10 ชิ้นพืช และทำซ้ำ 3 ครั้ง จากนั้น นำส่วนข้อไปเลี้ยงบนอาหารสังเคราะห์สูตร Murashige และ Skoog (MS) เพื่อสังเกตผลการฟอกฆ่าเชื้อผิว โดยบันทึกผลอัตราการปลอดเชื้อหลังจากเลี้ยงชิ้นพืชเป็นระยะเวลา 4 สัปดาห์ จากนั้นย้ายชิ้นพืชที่ปลอดเชื้อลงสู่อาหารสังเคราะห์สูตร MS ที่บรรจุในขวดเลี้ยงใหม่และเลี้ยงต่อไปอีกเป็นระยะเวลา 4 สัปดาห์ ก่อนทำการบันทึกอัตราการรอดชีวิตของชิ้นพืชปลอดเชื้อ รวมระยะเวลาการเลี้ยงชิ้นพืชนาน 8 สัปดาห์
ผลการวิจัย : การฟอกฆ่าเชื้อผิวส่วนข้อของต้นฮ่อมด้วยสารละลาย HgCl2 ให้ค่าเฉลี่ยของอัตราการปลอดเชื้ออยู่ที่ 78.33% ขณะที่การฟอกฆ่าเชื้อผิวด้วยสารละลาย OsilR ให้ค่าเฉลี่ยของอัตราการปลอดเชื้อที่สูงกว่า คือ 90.00% การเพิ่มความเข้มข้นของสารเคมีและระยะเวลาในการฟอกฆ่าเชื้อผิวส่งผลให้ประสิทธิภาพในการกำจัดเชื้อจุลชีพเพิ่มสูงขึ้นอย่างมีนัยสำคัญ โดยเฉพาะการฟอกด้วยสารละลาย HgCl2 เข้มข้น 0.2% (w/v) เป็นเวลา 15 นาที สามารถกำจัดเชื้อจุลชีพได้อย่างสมบูรณ์ เช่นเดียวกับการฟอกด้วยสารละลาย OsilR ความเข้มข้น 15% (v/v) เป็นเวลา 10 หรือ 15 นาที ซึ่งให้อัตราการปลอดเชื้อของส่วนข้ออยู่ที่ 93.33% วิธีการฟอกฆ่าเชื้อผิวที่ใช้ในการศึกษานี้ไม่ก่อให้เกิดความเสียหายต่อเนื้อเยื่อของชิ้นพืชในระดับที่สามารถสังเกตได้ภายนอก ดังเห็นได้จากไม่พบการรั่วไหลของสาร indigo ออกมาจากชิ้นพืช อย่างไรก็ตาม วิธีการฟอกฆ่าเชื้อผิวที่ต่างกันส่งผลให้ได้อัตราการรอดชีวิตของชิ้นพืชปลอดเชื้อที่แตกต่างกัน ส่วนข้อปลอดเชื้อที่ผ่านการฟอกด้วย HgCl2 มีอัตราการรอดชีวิตเฉลี่ยอยู่ที่ 28.37% ขณะที่ส่วนข้อปลอดเชื้อที่ผ่านการฟอกด้วย OsilR มีอัตราการรอดชีวิตเฉลี่ยที่สูงกว่า คือ 95.35% การเพิ่มความเข้มข้นของ HgCl2 และ AgNPs รวมถึงระยะเวลาในการฟอกฆ่าเชื้อแม้จะช่วยเพิ่มประสิทธิภาพในการกำจัดเชื้อจุลชีพ แต่กลับส่งผลกระทบอย่างมีนัยสำคัญต่ออัตราการรอดชีวิตของชิ้นพืช โดยเฉพาะการฟอกด้วยสารละลาย HgCl2 เข้มข้น 0.2% (w/v) นาน 10 หรือ 15 นาที ส่งผลให้ชิ้นพืชปลอดเชื้อตายทั้งหมด สำหรับการฟอกฆ่าเชื้อผิวชิ้นพืชด้วยสารละลาย OsilR พบว่าการฟอกที่ความเข้มข้น 10% (v/v) เป็นเวลา 15 นาที หรือความเข้มข้น 15% (v/v) เป็นเวลา 10 นาที พบอัตราการรอดชีวิตของชิ้นพืชปลอดเชื้ออยู่ที่ 100% ทั้งนี้ อัตราการรอดชีวิตของชิ้นพืชปลอดเชื้อที่ต่ำที่สุด (85.56%) ในการฟอกโดยใช้สารละลาย OsilR คือ การฟอกที่ระดับความเข้มข้น 15% (v/v) นาน 15 นาที
สรุปผลการวิจัย : การฟอกฆ่าเชื้อผิวส่วนข้อของต้นฮ่อมด้วยสารละลาย OsilR เข้มข้น 15% (ปริมาตร/ปริมาตร) เป็นเวลา 10 นาที เป็นวิธีที่มีประสิทธิภาพที่สุดในการศึกษานี้ โดยให้อัตราการปลอดเชื้อของชิ้นพืชสูงถึง 93.33% และ ส่วนข้อที่ปลอดเชื้อมีอัตราการรอดชีวิต 100% ผลการวิจัยดังกล่าวสามารถนำไปประยุกต์ใช้เพื่อพัฒนาและเพิ่มประสิทธิภาพของกระบวนการฟอกฆ่าเชื้อผิวของชิ้นพืชต้นฮ่อมให้ดียิ่งขึ้น อันจะช่วยเพิ่มจำนวนชิ้นพืชที่ทั้งปลอดเชื้อและมีชีวิตรอดได้สูงขึ้น OsilR อาจพิจารณาให้เป็นสารเคมีทางเลือกที่มีศักยภาพสำหรับฟอกฆ่าเชื้อผิวชิ้นพืชต้นฮ่อมก่อนนำเข้าสู่ระบบการเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อพืช ซึ่งจะเป็นแนวทางที่ช่วยเพิ่มประสิทธิภาพการขยายพันธุ์ต้นฮ่อมด้วยการเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อพืชต่อไป
References
Abdi, G., Salehi, H., & Khosh-Khui, M. (2008). Nano silver: a novel nanomaterial for removal of bacterial contaminants in valerian (Valeriana officinalis L.) tissue culture. Acta Physiologiae Plantarum, 30, 709-714.
Ahlawat, J., Sehrawat, A.R., Choudhary, R., & Yadav, S.K. (2022). Biologically synthesized silver nanoparticles eclipse fungal and bacterial contamination in micropropagation of Capparis decidua (FORSK.) Edgew: A substitute to toxic substances. Indian Journal of Experimental Biology, 58(5), 336-343.
Andújar, I., González, N., García-Ramos, J.C., Bogdanchikova, N., Pestryakov, A., Escalona, M., & Concepción, O. (2020). Argovit™ silver nanoparticles reduce contamination levels and improve morphological growth in the in vitro culture of Psidium friedrichsthalianum (O. Berg) Nied. SN Applied Sciences, 2, 2110.doi.org/10.1007/s42452-020-03948-9.
Arab, M.M., Yadollahi, A., Hosseini-Mazinani, M., & Bagheri, S. (2014). Effects of antimicrobial activity of silver nanoparticles on in vitro establishment of G X N15 (hybrid of almond X peach) rootstock. Journal of Genetic Engineering & Biotechnology, 12(2), 103-110.
Asnawi, A., Hartinie, M., & Jualang, A.G. (2017). Effect of cytokinins on shoot induction from nodal explant of Pecah Beling (Strobilanthes crispus). In 26th Malaysian Society of Plant Physiology Conference. (pp. 8-12). Malaysia : Sarawak.
Böhme, M., Diener, M., Mestres, P., & Rummel, W. (1992). Direct and indirect actions of HgCl2 and methyl mercury chloride on permeability and chloride secretion across the rat colonic mucosa. Toxicology & Applied Pharmacology, 114(2), 285-294.
Boruah, J. (2020). Effect of 0.1% HgCl2 on surface sterilization of Som (Persea bombycina King) explant during tissue culture — A major host plant of Muga silkworm. International Journal of Current Microbiology & Applied Sciences, 9, 954-958.
Bucio, L., García, C., Souza, V., Hernández, E., González, C., Betancourt, M., & Gutiérrez-Ruiz, M.C. (1999). Uptake, cellular distribution and DNA damage produced by mercuric chloride in a human fetal hepatic cell line. Mutation Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis, 423(1–2), 65-72.
Chaiai, P., Sangsoy, V., Putivoranat, M., Charoenkid, S., Suriyapromchai, P., & Konchom, R. (2021). Increase of the production potential of Strobilanthes cusia (Nees) for local textile dyeing in the upper north of Thailand. Thai Agricultural Research Journal, 39(1), 96-109. (in Thai)
Choengpanya, K., Susawaengsup, C., Sornsakdanuphap, J., Dangtungee, R., & Siangsuepchart, A. (2024). Antifungal property of silver nano-chito oligomer hybrid solution against canbendazim-resistant fungus. Fusarium solani. In The 4th National and The 2nd International MJU-Phrae Conference. (pp. 60-66). Thailand: Phare.
Cuong, D.M., Mai, N.T.N., Tung, H.T., Khai, H.D., Luan, V.Q., Phong, T.H., Van The Vinh, B., Phuong, H.T.N., Van Binh, N., & Tan Nhut, D. (2023). Positive effect of silver nanoparticles in micropropagation of Limonium sinuatum (L.) Mill.‘White’. Plant Cell, Tissue & Organ Culture, 155(2), 417-432.
Fukuzaki, S. (2006). Mechanisms of actions of sodium hypochlorite in cleaning and disinfection processes. Biocontrol Science, 11(4), 147-157.
Gammoudi, N., Nagaz, K., & Ferchichi, A. (2022). Establishment of optimized in vitro disinfection protocol of Pistacia vera L. explants mediated a computational approach: multilayer perceptron–multi–objective genetic algorithm. BMC Plant Biology, 22, 324. doi.org/10.1186/s12870-022-03674-x.
Gwaltney-Brant, S.M. (2023). Chapter 10 - Metals. In W.M. Haschek, C.G. Rousseaux, M.A. Wallig, & B. Bolon. (Eds.), Haschek and Rousseaux' s Handbook of Toxicologic Pathology Volume 3 : Environmental Toxicologic Pathology and Selected Toxicant Classes. (pp. 679-725). Cambridge: Academic Press.
Hashim, S.N., Ghazali, S.Z., Sidik, N.J., Chia-Chay, T., & Saleh, A. (2021). Surface sterilization method for reducing contamination of Clinacanthus nutans nodal explants intended for in-vitro culture. E3S Web of Conferences, 306, 01004. doi:10.1051/e3sconf/202130601004
Ho, Y.L., Kao, K.C., Tsai, H.Y., Chueh, F.Y., & Chang, Y.S. (2003). Evaluation of antinociceptive, anti-inflammatory and antipyretic effects of Strobilanthes cusia leaf extract in male mice and rats. American Journal of Chinese Medicine, 31(1), 61-69.
Joseph, S. (2014). In Vitro Propagation, Phytochemical And Biological Evaluation of Strobilanthes Cuspidata (Benth) T. Anderson (Ph.D. Thesis). Tamilnadu : Department of Botany, School of Life Science, Bharathiar University.
Khaldoun, K., Khizar, S., Saidi-Besbes, S., Zine, N., Errachid, A., & Elaissari, A. (2024). Synthesis of silver nanoparticles as an antimicrobial mediator. Journal of Umm Al-Qura University for Applied Sciences. doi : 10.1007/s43994-024-00159-5
Khanam, B.,& Chandra, R. (2017). Optimization of surface sterilization process of selected dye-yielding plants for isolation of bacterial endophytes. In Applications of Biotechnology for Sustainable Development. (pp. 45-50). Singapore: Singapore.
Krupa-Malkiewicz, M., Oszmianski, J., Lachowicz, S., Szczepanek, M., Jaskiewicz, B., Pachnowska, K., & Ochmian, I. (2019). Effect of nanosilver (nAg) on disinfection, growth, and chemical composition of young barley leaves under in vitro conditions. Journal of Integrative Agriculture, 18(8), 1871-1881.
Leva, A., & Rinaldi, M.R. (2012). Recent Advances in Plant In Vitro Culture. Rijeka : InTechOpen.
Mahajan, S., Kadam, J., Dhawal, P., Barve, S., & Kakodkar, S. (2022). Application of silver nanoparticles in in-vitro plant growth and metabolite production: revisiting its scope and feasibility. Plant Cell, Tissue & Organ Culture, 150(1), 15-39.
Mahna, N., Vahed, S.Z., & Khani, S. (2013). Plant in vitro culture goes nano: nanosilver-mediated decontamination of ex vitro explants. Journal of Nanomedicine & Nanotechnology, 4, 2. doi : 10.4172/2157-7439.1000161
Mangkita, W., & Lattirasuvan, T. (2013). Ecological characteristics and production of Baphicacanthus cusia (Ness) Brem. at Phrae Province. Thai Agriculture Research Journal, 31(1), 26-40. (in Thai)
Mangkita, W., Wongmuang, S., & Panngom, K. (2011). Micropropagation of Hom (Strobilanthes cusia (Nees) Kuntze). Thai Journal of Botany, 3(2), 187-197. (in Thai).
Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15(3), 473-497.
Sarmast, M., Salehi, H., & Khosh-Khui, M. (2011). Nano silver treatment is effective in reducing bacterial contaminations of Araucaria excelsa R. Br. var. Glauca explants. Acta Biologica Hungarica, 62(4), 477-484.
Sekerli, M. S. (2024). Season, thermotherapy and surface sterilization play important roles in microbial contamination of hazelnut in vitro cultures. Plant Cell, Tissue & Organ Culture, 157(3), 70. doi : 10.1007/s11240-024-02799-1
Shameer, M.C., Saeeda, V.P., Madhusoodanan, P.V., & Sailas Benjamin, S.B. (2008). In vitro propagation of Strobilanthes hamiltoniana. Journal of Tropical Medicinal Plants, 9(1), 77-81.
Srikun, N. (2017). In vitro propagation of the aromatic herb Strobilanthes tonkinensis Lindau. Agriculture & Natural Resources, 51(1), 15-19.
Susawaengsup, C., Choengpanya, K., Sornsakdanuphap, J., Tabtimmai, L., Chaiharn, M., & Bhuyar, P. (2023). Phytochemical and pharmacological properties of a traditional herb, Strobilanthes cusia (Nees) Kuntze. Molecular Biotechnology. doi : 10.1007/s12033-023-00897-7
Tanaka, T., Ikeda, T., Kaku, M., Zhu, X.H., Okawa, M., Yokomizo, K., Uyeda, M., & Nohara, T. (2004). A new lignan glycoside and phenylethanoid glycosides from Strobilanthes cusia Bremek. Chemical & Pharmaceutical Bulletin, 52(10), 1242-1245.
Vatcharakajon, P., Sornsaket, A., Choengpanya, K., Susawaengsup, C., Sornsakdanuphap, J., Boonplod, N., Bhuyar, P., & Dangtungee, R. (2023). Silver nanochito oligomer hybrid solution for the treatment of Citrus greening disease (CGD) and biostimulants in Citrus. Horticulture, 9(6), 725. doi: 10.3390/horticulturae 9060725.
Wang, L., Hu, C., & Shao, L. (2017). The antimicrobial activity of nanoparticles: present situation and prospects for the future. International Journal of Nanomedicine, 12, 1227-1249.
Zhang, Y., Chen, Y.Y., Huang, L., Chai, Z.G., Shen, L.J., & Xiao, Y. H. (2017). The antifungal effects and mechanical properties of silver bromide/cationic polymer nano-composite-modified Poly-methyl methacrylate-based dental resin. Scientific reports, 7(1), 1547. doi : 10.1038/s41598-017-01686-4
Downloads
เผยแพร่แล้ว
How to Cite
ฉบับ
บท
License
Copyright (c) 2025 คณะวิทยาศาสตร์ มหาวิทยาลัยบูรพา
This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
Burapha Science Journal is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International (CC BY-NC-ND 4.0) licence, unless otherwise stated. Please read our Policies page for more information
